Исследования

Исследование влияния кормов с добавлением личинки черной львинки (Hermetia illucens) на тиляпию.

Опубликовано в от Freeflaeradmin
15
Сен

Директор Инновационного Центра

«Биоаквапар — НТЦ аквакультуры» АГТУ

д.б.н, профессор Пономарев С.В.

 

Экспериментальные работы проводились на базе Инновационного центра «Биоаквапарк – НТЦ аквакультуры» ФГБОУ ВО «Астраханский государственный технический университет». Объектом исследования послужили сеголетки красной тиляпии (гибрид альбиносных самок мозамбикской и самцов нильской тиляпии). Для содержания тиляпии использовались аквариумы объемом 400 л с искусственной аэрацией и фильтрацией, а также подогревом.

Исследование влияния кормов с добавлением личинки черной львинки (Hermetia illucens) на тиляпию.

Рисунок 1 – Аквариумы для красной тиляпии

При оценке влияния кормов на статус выращенных рыб применяли комплекс рыбоводно-биологических и физиолого-биохимических методов (Пономарев и др., 2002).

Для контрольного взвешивания и измерения делали случайную выборку в количестве 25 особей каждого варианта. Опытные корма изготавливали в лабораторных условиях с использованием кормовых компонентов отечественного производства (на все компоненты получены удостоверения качества и безопасности и сертификаты соответствия) методом влажного прессования при низком давлении. Компоненты растительного происхождения были подвергнуты предварительной микронизации для клейстеризации крахмала (процесс аналогичен экструзии), что повышает его перевариваемость и питательную ценность. После этого все компоненты взвешивали на электронных весах, а затем тщательно перемешивали с водой до однородной массы, после чего влажную смесь пропускали через мясорубку, высушивали в термостате при температуре 600С. Готовые комбикорма измельчали в дробилке и рассеивали в соответствии с необходимым размером крупки, который устанавливали в соответствии с массой выращиваемой рыбы. Рецептуры опытных кормов представлены в таблице 1.

Таблица 1 – Состав продукционных комбикормов

№ Компонент Содержание
Контроль Вариант с 30% заменой Вариант с 70% заменой Вариант с 100% заменой
1. Шрот соевый 15 15 15 15
2. Шрот подсолн. 7 7 7 7
3. Пшеница 15 15 15 15
4. Рыбная мука 45 31,5 13,5 —
5. Белковый концентрат из личинок черной львинки — 13,5 31,5 45
6. Рыбий жир 7 7 7 7
7. Пшенич. глютен 5 5 5 5
8. Мука мясная 5 5 5 5
9. Премикс ПМ-2 1 1 1 1
  Содержание питательных веществ, %
10 Сырой протеин 48,36 46,32 43,61 41,57
11 Сырой жир 12,23 12,58 13,54 13,4

 

Содержание кислорода в воде устанавливали ежедневно три раза в сутки (для предупреждения нежелательных колебаний) с помощью термооксиметра «СyberScanDO 300». Значения рН определяли с помощью рН-метра марки «Hanna». Кроме этого 3 раза в сутки регистрировали температуру воды.

Схема измерений рыб проводилась по методике Правдина И.Ф. (1966).

Среднесуточную скорость роста старших возрастных групп вычисляли по формуле сложных процентов (Castell, Tiews, 1979):

А =[( mк /mо )1/t – 1] х 100 (%)

где mк и mо — масса рыбы в конце и в начале опыта;

t – продолжительность опыта, сут.

Абсолютный прирост вычисляли по формуле (Правдин, 1966):

Раб = mк – m0

где mк  — конечная масса молоди, грамм;

m0 – начальная масса молоди, грамм.

Среднесуточный прирост вычисляли по формуле (Правдин, 1966):

Рср.сут. = (mк – m0)/t

где mк  — конечная масса молоди, грамм;

m0 – начальная масса молоди, грамм.

t – продолжительность опыта, сут.

Для более точного определения скорости роста вычисляли коэффициент массонакопления (Резников и др., 1978; Купинский и др., 1986).

Км = ((Мк1/3 – Мо1/3)*3) / t

где Км – общий продукционный коэффициент скорости роста;

Мк и Мо – конечная и начальная масса рыбы, г;

t – время выращивания, сут.

Кормовые затраты вычисляли по формуле (Пономарев и др., 2002):

Кз= Ск/( mк – m0),

где Ск – количество корма, затраченное на выращивание рыб (затраты корма на единицу прироста).

Ск=R*mср.нач*t

где R – суточная норма корма, %; mср.нач – средняя начальная масса, г; t- период выращивания.

Выживаемость выражали в процентах от общего количества наблюдаемых рыб.

При определении норм кормления, а также размера крупки использовались рекомендации по кормлению, основанных на оптимальном качестве воды и температуры выращивания 270С. Корм задавался вручную 3-4 раза в сутки. Плотность посадки молоди устанавливали исходя из массы выращиваемой рыбы.

Все данные подвергали статистической обработке по Г.Ф. Лакину (1990) с применением панели программ статанализа Excel. При этом использовали элементы статистического анализа с определением средней, ошибки средней. Уровень различий оценивали с помощью критерия достоверности Стьюдента.

При оценке физиологического состояния рыб важное значение имеют гематологические показатели, изменения которых зависят от видовых и возрастных особенностей культивируемых рыб. Кроме того, биохимические показатели крови служат адекватным индикатором сбалансированности потребляемого корма.

Кровь отбирали прижизненно из хвостовой вены в пробирки Эппендорфа. Для гематологического анализа (концентрация гемоглобина, скорость оседания эритроцитов, лейкоцитарная формула) в качестве антикоагулянта использовали динатриевую соль этилендиаминтетрауксусной кислоты (ЭДТА).

Концентрацию гемоглобина в крови определяли фотометрически с помощью набора реактивов фирмы Агат-Мед (vanKampen, Zijlstra, 1961), СОЭ определяли по методу Панченкова. Мазки крови готовили с применением фиксатора-красителя по Май-Грюнвальду фирмы «Ольвекс-Диагностикум» (Козинец, 1998; Абрамов, 1985). Идентификацию лейкоцитов проводили с использованием микроскопа «ЛОМО» и иммерсионного объектива (100/1.25). На каждом мазке определяли 200 лейкоцитов с учетом стадий их цитогенеза по классификации Н.Т. Ивановой (1983).

Для биохимического анализа крови (общий белок, общие липиды, холестерин, глюкоза) образцы крови отбирали в пробирки без ЭДТА, оставляли коагулировать, затем центрифугировали при 3000 оборотах в минуту для отделения сыворотки.

Содержание сывороточного белка определяли на рефрактометре ИРФ-22 (Филиппович и др., 1975), уровень холестерина в крови определяли энзиматическим методом (Trinder, 1969; Fishbach, Dunning, 2004). Для определения общих сывороточных липидов использовали диагностический набор реактивов фирмы PLIVA – Lachema (Zollneretal., 1962; Knichtetal, 1972). Концентрацию глюкозы в сыворотке крови определяли энзиматическим колориметрическим методом без депротеинизации (реакция Триндера) (TrinderP., 1969). Для измерения оптической плотности полученных проб использовали спектрофотометр Unico 2100.

Результаты представлены в виде среднего значения показателя и его стандартной ошибки (M±m). Оценку достоверности проводили с использованием t-критерия Стьюдента.

Гематологические исследования проводились согласно «Методическим указаниям по проведению гематологического обследования рыб» (Утвержденные 2 февраля 1999 г., №13-4-2/1487).

Для гистологического анализа брали половые продукты самок, фиксировали в смеси Буэна, заливали в парафин и изготавливали срезы толщиной 7 мкм (Микодина и др., 2009). Полученные срезы окрашивали гематоксилин-эозином и фотографировали на микроскопе OlimpusBX 53.

 

2 Результаты исследования

В ходе эксперимента выживаемость в аквариумах с красной тиляпией была 100%. Лучшие и статистически достоверные показатели по результатам выращивания получены для группы опытных рыб, потреблявших корм с 30% заменой рыбной муки на белковый концентрат из личинок черной львинки (табл. 2).

 

Таблица 2 — Рыбоводно-биологические показатели выращивания красной тиляпии на опытных комбикормах

Показатели Варианты опыта
Контроль Вариант с 30% заменой Вариант с 70% заменой Вариант с 100% заменой
Масса начальная, г 109,27+5,26 109,27+5,26 109,27+5,26 109,27+5,26
Масса конечная, г 138,07±2,2 157,9±2,59* 150,31±3,06 139,11±1,02
Длина начальная, см 15,03±1,09 15,03±1,09 15,03±1,09 15,03±1,09
Длина конечная, см 17,1±0,74 18,6±1,01** 18,2±1,02 17,9±1,03
Абсолютный прирост, г 28,8 48,63 41,04 29,84
Среднесуточный прирост, г 0,96 1,62 1,37 0,99
Среднесуточная

скорость роста, %

0,77 1,22 1,06 0,80
Коэффициент

массонакопления, ед.

0,038 0,061 0,052 0,039
Кормовой коэффициент 1,4 1,1 1,1 1,3
Выживаемость, % 100 100 100 100
Продолжительность

эксперимента, сут.

30 30 30 30

Примечание: * различия достоверны при р≥0,001; ** -р≥0,05

За 30 суток абсолютный прирост во всех опытных группах превышал показатели контрольного варианта, причем в лучшем опытном варианте — в 1,68 раза. Весовой рост при кормлении тиляпии кормом с заменой на львинку шел интенсивнее, чем контрольном варианте, как и линейный.

Увеличение массы при потреблении тиляпией корма с кормовой добавкой также достоверно демонстрируют показатели среднесуточного прироста во всех опытных вариантах. В то время как в контрольной он был ниже лучшего варианта с 30%-ной заменой рыбной муки на 0,66 г. Кормовой коэффициент, который характеризует эффективность пищеварения и усвояемость корма, в опытных вариантахбыл выше – в варианте с 30%-ой заменой рыбной муки – на 0,3 ед. Таким образом, показатели роста свидетельствуют о положительном влиянии на молодь тиляпии замену рыбной муки на белковый концентрат из личинок черной львинки.

При изучении основных биохимических показателей выращенной молоди тиляпии достоверные различия в содержании протеина отмечены не были (табл. 3).

 

Таблица 3 – Биохимические показатели красной тиляпии (содержание, % в сухом веществе)

Показатели Варианты опыта
Контроль Вариант с 30% заменой Вариант с 70% заменой Вариант с 100% заменой
Влага, % 72,04 70,02 69,99 71,64
Белок, в сухом веществе % 60,01±1,04 65,22±1,52 63,24±1,79 57,91±0,98
Липиды, в сухом веществе % 20,3±0,76 19,31±0,39 21,41±1,21 22,97±0,97
Зола, в сухом веществе % 19,02±0,36 18,74±0,84 19,16±0,21 18,72±0,78

При оценке биохимического состава тела тиляпий, участвующих в эксперименте достоверных отличий не выявлено. Однако, следует отметить повышение содержания уровня белка в контрольном и опытном варианте с 30% ной и 70% — ной заменой рыбной муки на белковый кнцентрат из личинок черной львинки. 100% замена рыбной муки также не сильно отразилась на биохимических показателях.

Объективно оценить состояние организма в предложенных условиях среды можно по физиолого-биохимическим показателям крови, которые выступают в качестве специфических индикаторов физиологических или патологических изменений организма. Рыбоводные показатели, как правило, коррелируют с физиологическим состоянием рыб, что подтверждается гематологическими показателями. Как видно из приведенной таблицы 4, прослеживается положительная динамика применения 30% — ной замены рыбной муки, что сказывается на повышении уровня гемоглобина, поддержания уровня глюкозы на уровне нормативных значений, снижению СОЭ, увеличению сывороточных белков и незначительному снижению холестерина в крови.

Таблица 4 — Физиолого-биохимические показатели крови тиляпии

Вариант Гемоглобин, г/л СОЭ, мм/ч Общий белок, г/л Холестерин, ммоль/л Глюкоза, ммоль/л
Опытные варианты Контроль 81,05±3,09 4,4±0,09 23,01±0,63 3,41±0,03 3,2±0,03
Вариант с 30% заменой 85,36±2,41 3,8±0,08 27,25±1,41 3,29±0,04 3,1±0,02
Вариант с 70% заменой 82,29±3,12 4,4±0,12 23,73±1,97 3,81±0,02 3,1±0,06
Вариант с 100% заменой 78,63±1,48 4,7±0,11 23,64±2,30 4,11±0,02 3,8±0,05

 

На сегодняшний день, наиболее исследовано влияние кормов с добавлением личинок мух при выращивании радужной форели, канального сома и синей тиляпии. Первоначальные исследования показали, что в случае с радужной форелью личинки черной львинки HermetiaIllucens  могут заменить 25% рыбной муки или 38% рыбьего жира  в кормах без каких-либо побочных эффектов. Таким образом, личинки мух являются идеальной заменой рыбной муки. Полученные в ходе проведенных нами исследований данные позволяют в первую очередь рекомендовать замену рыбной муки на 30% в продукционных кормах для тиляпии при их товарном выращивании, что повышает показатели роста, снижает кормовые затраты, а также поддерживает физиологическое состояние рыб на соответствующем нормам уровне. Также можно рекомендовать 70% -ную замену рыбной муки. 100%-ная замена рыбной муки за счет снижения белка и повышения жира в рецептуре не дает значительного повышения показателей роста по сравнению с остальными вариантами при индустриальном выращивании, однако не оказывает явного негативного влияния на рыбоводно-биологические и физиологические показатели.

 

Список используемой литературы

 

  1. Fishbach F., Dunning M.A manual of laboratory diagnostic tests. 7th ed. Philadelphia: Lippincott Williams & Wilkins, 2004. 1291 p.
  2. Akinrotimi O. A., Uedeme-NAA B., Agokei E. O. Effects of acclimation on haematological parameters of Tilapia guineensis (Bleeker, 1862). Science World Journal Vol5 (No 4)2010. – P. 1-4.
  3. Castell J.D. Report of the EIFAC, IUNS and ICES Working Group on the standardization of the methodology in fish nutrition research / J.D. Castell, K. Tiews // Hamburg (Federal Republic of Germany, March 21-23, 1979) EIFAC Tech. pap. 36. 1979. P. 1-24.
  4. Chun-Yao Chen, Gregory A. Wooster, Rodman G. Getchell, Paul R. Bowser, Michael B. Timmons / Blood chemistry of healthy, nephrocalcinosis-affected and ozone-treated tilapia in a recirculation system, with application of discriminant analysis. Aquaculture 218 (2003) P. 89–102.
  5. El-Sayed A.M., Teshima S. 1992. Protein and energy requirements of Nile tilapia, Oreochromis niloticus fry. Aquaculture 103 (1): 55-63
  6. Garber M.M. 2006. The Effects of Plant-protein-based Diets Supplemented with Yucca on Growth, Digestibility, and Chemical Composition of Nile Tilapia (Oreochromis niloticus, L) Fingerlings. Journal of the World Aquaculture Society 37 (1): 74-81
  7. Gur N. 1997. Innovations in tilapia nutrition in Israel. The Israeli Journal of Aquaculture. Bamidgeh. 49:151-159.
  8. Abdul Jaffar ALI, V. Jaya Rani Effect of phosalone on haematological indices in the tilapia,Oreochromismossambicus. Turk. J. Vet. Anim. Sci.2009; 33(5): 407-411.
  9. Kanazawa A., Teshima S., Sakamoto M. 1982. Requirements of essential fatty acids for the larval ayu.B. Jap.Soc.Sci.Fish. 48: 586-590
  10. Kanazawa A., Teshima S., Sakamoto M. 1985. Requirements of essential fatty acids for the larval ayu.B. Jap.Soc.Sci.Fish. 48: 586-590
  11. Keri A.-I. The study of growth performance and some biochemical parameters of Nile tilapia (Oreochromis niloticus) fingerlings fed on olive mill waste. International Journal of Scientific and Research Publications, Volume 5, Issue 4, April 2015 ISSN 2250-3153
  12. MiroslavaPalíková, Radovan Kopp, Jan Mareš, Stanislav Navrátil, ZdenekKubíček, LubomírChmelař, Hana Banďouchová, JiříPikula. Selected Haematological and Biochemical Indices of Nile Tilapia (Oreochromis niloticus) Reared in the Environment with Cyanobacterial Water Bloom. — ACTA VET. BRNO 2010. P. 61-73.
  13. Nadia Cristine Weinert, Julieta Volpato, Adson Costa, Rozyanne Rosa Antunes, Aldo Camargo de Oliveira, Claudio Roberto ScabeloMattoso, Mere Erika Saito. Hematology of Nile tilapia Oreochromis niloticus) subjected to anesthesia and anticoagulation protocols. Semina: CiênciasAgrárias, Londrina, v. 36, n. 6, suplemento 2, p. 4237-4250, 2015.
  14. Newton, G.L. The black soldier fly, Hermetiaillucens, as a manure management/resource recovery tool / G.L. Newton, D.C. Sheppard, D.W. Watson, G. Burtle, C.R. Dove, J.K. Tombelrin, E.E. Thelen. Symp. on the State of the Science of Animal Manure and Waste Management, San Antonio, TX, USA, January 5–7, 2005. — PP. 2–17
  15. Nilza de Lucas Rodrigues Bittencourt, Ligia Maria Molinari, Denise de Oliveira Scoaris, RaissaBocchi Pedroso, Celso Vataru Nakamura, Tania Ueda-Nakamura, Benício Alves de Abreu Filho and Benedito Prado Dias Filho. Haematological and biochemical values for Nile tilapia Oreochromis niloticus cultured in semi-intensive system. Acta Scientiarum. Biological Sciences Maringá, v. 25, no. 2, p. 385-389, 2003.
  16. H. Ahmed Hamid, F.A. Mohamed Ahmed, I. M. Adam Mohammed, S.I. Mohamed Ali. Physical & Chemical Characteristics of Blood of two Fish Species (Oreochromis niloticus and Clariaslazera). World’s Vet. J. 3(1): 2013. — P.17-20.
  17. Sheppard D.C. A value added manure management system using the black soldier fly / D.C. Sheppard, G.L. Newton, S.A. Thompson. Bioresource Tech. 50. 1994. – PP. 275–279
  18. Takeuchi, L., Takeuchi, T. y Ogino, C. Riboflavin requirements in carp and rainbow trout. Bull. Jap. Soc. Sci. Fish., 46:733–737.
  19. Teshima S., Kanazawa A., Uchiyama Y. 1987. Effects of several protein sources and other factors on the growth of Tilapia nilotica. Bull.Jap.Soc.Sci.Fish. 52(3): 525-530
  20. Tomberlin, J.K. A comparison of selected life history traits of the black soldier fly (Diptera: Stratiomyidae) when reared on three diets / J.K. Tomberlin, D.C. Sheppard, J.A. Joyce. Ann. Entomol. Soc. Am. Vol. 95. 2002. – PP. 379–387.
  21. Trinder P. Determination of glucose in blood using glucose oxidase with an alternative oxygen acceptor // Ann.Clin. Biochem. 1969. Vol. 6. P. 24–27.
  22. Trinder P., Ann. clin. Biochem., 1969, vol. 6, p.24.
  23. Van Kampen E.J., Zijlstra W.G. Standardization of hemoglobinometry. II. The hemoglobincyanide method //Clin. Chim. Acta. 1961. Vol. 6. Р. 538–545.
  24. Viola S., Arieli Y., 1982. Nutrition studies with a high protein pellet for carp and Sarotherodon spp. (Tilapia). Bamidgen 34(2): 39-46
  25. Wang K.W., Takeuchi T., Watanabe T. 1985. Effect of dietary protein levels on growth of Tilapia nilotica. Bull.Jap.Soc.Sci.Fish. 51(1): 133-140
  26. Zang, J. An artificial light source influences mating and oviposition of black soldier flies (Diptera: Stratiomyidae) / J. Zang, L. Huang, J. He, J.K. Tomberlin, C. Lei, Z. Yu. Insect Sci. 2010. Vol.10. – PP. 1536–2442.
  27. Абрамов М.Г. Гематологический атлас / М.Г.Абрамов. — М.: Медицина, 1985. — 344 с.
  28. Бастраков, А.И. Муха черная львинкаHermetiaillucens в условиях искусственного разведения – возобновляемый источник меланин-хитозанового комплекса / А.И. Бастраков, А.Е. Донцов, Н.А. Ушакова. Известия Уфимского научного центра РАН. Биология, биохимия и генетика. 2016. №4. – С. 77-79.
  29. Васильева Е.Г., Быстрякова Е.А. Изменения показателей крови тиляпии под влиянием электромагнитного поля. Вестник АГТУ. Серия: Рыбное хозяйство. №1. – С. 119-120.
  30. Иванова Н.Т. Атлас клеток крови рыб (Сравнительная морфология и классификация форменных элементов крови рыб) / Н.Т. Иванова — Изд-во: Легкая и пищевая промышленность, 1983. – 184 с.
  31. Козинец Г.И. Атлас клеток крови и костного мозга / Г.И. Козинец. – М.: Триада-Х, 1998. – 160 с.
  32. Купинский, С.В. Радужная форель – предварительные параметры стандартной модели массонакопления / С.В. Купинский,С.А. Баранов, В.Ф. Резников. Индустриальное рыбоводство в замкнутых системах: сб. науч. тр. ВНИИПРХ.  Вып. 46. — С. 109-115.
  33. Лакин Г.Ф. Биометрия: Учебное пособие для биологических специальностей вузов – 4-е издание, перераб. и допол. / Г.Ф. Лакин. – М.: Высшая школа, 1990. – 352 с.
  34. Методические указания по проведению гематологического обследования рыб / Утвержденные зам. руководителя Департамента ветеринарии В.В. Селиверстовым 2 февраля 1999 г. №13-4-2/1487.
  35. Микодина Е.В. Гистология для ихтиологов: Опыт и советы./ Е.В. Микодина, М. А. Седова, Д.А. Чмилевский, А.Е. Микулин, С.В. Пьянова, О.Г. Полуэктова. – М.: Изд-во ВНИРО. – 2009. – 112 с.
  36. Пономарев С.В. Технологии выращивания и кормления объектов аквакультуры юга России / С.В. Пономарев, Е.А. Гамыгин, С.И. Никоноров, Е.Н. Пономарева, Ю.Н. Грозеску, А.А.  Бахарева. — Астрахань: «Нова плюс», 2002.- 264 с.
  37. Пономарев, С.В. Корма и кормление рыб в аквакультуре: учебник для высш. и сред. проф. учеб. заведений/ С.В. Пономарев, Ю.Н. Грозеску, А.А. Бахарева. — М.: Моркнига, 2013. — 417 с.
  38. Правдин П.Ф. Руководство по изучению рыб / П.Ф. Правдин. — М.: Пищ. пром-ть, 1966. — 250 с.
  39. Резников, В.Ф. Стандартная модель массонакопления рыбы / В.Ф. Резников, С.А. Баранов, Е.А. Стариков, Г.И. Толчинский. Механизация и автоматизация рыбоводства и рыболовства во внутренних водоемах: сб. науч. тр. ВНИИПРХ. 1978. Вып. 77. — С. 12-14.
  40. Филиппович Ю.Б., Егорова Т.А., Севастьянова Г.А.Практикум по общей биохимии. М.: Просвещение,1975. 318 с.